Thèse Contrôle Spatiotemporel de la Dégradation des Corps Autophagiques chez Arabidopsis H/F - 33

Établissement : Université de Bordeaux
École doctorale : Sciences de la Vie et de la Santé
Laboratoire de recherche : Laboratoire de Biogenese Membranaire
Direction de la thèse : Amélie BERNARD ORCID 0000000170732440
Début de la thèse : 2026-10-01
Date limite de candidature : 2026-05-20T23:59:59

L'autophagie est un processus de dégradation et de recyclage intracellulaire majeur pour le développement des eucaryotes en général et
la réponse des plantes aux stress en particulier.
Au cours de l'autophagie, les éléments devenus indésirables dans la cellule sont encapsulés puis acheminés à la vacuole lytique au sein
d'une vésicule appelé corps autophagique. Afin de permettre la libération du cargo et sa dégradation, la membrane des corps
autophagiques doit être rompue, toutefois, les mécanismes mis en jeux et leur régulation restent mal compris à ce jour. Récemment, nous avons identifié une famille de protéines impliquées dans cette étape critique de l'autophagie. Les objectifs de cette thèse seront de déterminer comment
ces protéines sont acheminées vers la vacuole (traffic intracellulaire) et comment elles reconnaissent spécifiquement les corps
autophagiques, protégeant ainsi l'intégrité de la membrane vacuolaire.

At present, we have identified two homolog proteins (PL1 and PL2) involved in autophagic body disruption. PL2 shows a distinct motif
suggesting direct interaction with a core component of the autophagy machinery. Our initial analyses predict that this lipase is transported
by autophagy to reach the vacuole. In contrast, its homolog, PL1, is predicted to go through the secretory pathway and bears a polybasic
stretch that could mediate lipid/protein interaction. In addition, another member of this family of proteins remain to be characterized.

Identify key lipases involved in autophagic body disruption and reveal the molecular determinants involved in their vacuolar trafficking and membrane association

To identify the trafficking pathways for PL1 and PL2, we will examine their sub cellular localisation using confocal microscopy using
fluorescently-tagged version for the proteins. We will block either the secretory pathway or the autophagy pathway using dedicated drugs
and mutants. We will use site-directed mutagenesis to generate point mutants in the motifs identified in PL1 and PL2 and determine their
impact and function in the trafficking of these proteins, their association with membranes including that of autophagic bodies and their
activity in autophagy. We will look for protein interactors (using pull down assays and proteomics) to identify the vacuolar sorting receptors
of PL1 and PL2 and assess their localisation and function. We will purify PL1 and PL2 and perform lipid/liposome binding assays to determine the molecular determinants of their membrane association and activity. In parallel, we will explore the importance of the last membrane of this family,
PL3, in autophagy degradation and its trafficking pathway.